Performance et reproductibilité de l'hyperpolarisation 13C et 15N à l'aide d'un cryogène

Rapports scientifiques volume 12, Numéro d'article : 11694 (2022) Citer cet article

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La configuration, les procédures opérationnelles et les performances d'un dispositif sans cryogène pour la production d'agents de contraste hyperpolarisés à l'aide de la polarisation nucléaire dynamique de dissolution (dDNP) dans un centre d'imagerie préclinique sont décrites. La polarisation a été optimisée à l'aide du signal RMN à semi-conducteurs amélioré par DNP pour calibrer la position de l'échantillon, la fréquence micro-ondes et RMN, ainsi que la puissance et l'angle de retournement. La polarisation d'une formulation standard pour produire ~ 4 mL, 60 mM d'acide 1-13C-pyruvique dans une solution aqueuse a été quantifiée dans cinq expériences à P(13C) = (38 ± 6) % (19 ± 1) s après dissolution. La constante de temps mono-exponentielle de l'accumulation de la polarisation à l'état solide a été quantifiée à (1032 ± 22) s. Nous avons atteint un cycle de service de 1,5 h qui comprend le chargement de l'échantillon, la surveillance de l'accumulation de polarisation, la dissolution et la préparation de la prochaine exécution. Après injection de l'agent de contraste in vivo, le pyruvate, le pyruvate hydraté, le lactate et l'alanine ont été observés, en mesurant des cartes de métabolites. Sur la base de cette séquence de travail, l'urée 15N hyperpolarisée a été obtenue (P(15N) = (5,6 ± 0,8) % (30 ± 3) s après dissolution).

L'imagerie par résonance magnétique (IRM) a révolutionné les diagnostics modernes en fournissant une imagerie anatomique et fonctionnelle haute résolution en 3D sans rayonnement ionisant1,2. De nombreux processus biochimiques in vivo, cependant, dépassent encore nos meilleurs efforts, et l'accès à ceux-ci reste un objectif principal de nombreuses recherches.

Ici, les agents de contraste hyperpolarisés sont très prometteurs car ils offrent une fenêtre unique sur le métabolisme, de manière non invasive et in vivo. En amplifiant le signal de molécules sélectionnées, souvent endogènes, leur devenir peut être suivi, pendant un temps limité, avec une résolution spatiale et chimique élevée. Ces propriétés ont permis l'identification des tissus cancéreux avant qu'une tumeur ne soit apparente et ont aidé à surveiller la réponse au traitement.

Dissolution dynamic nuclear polarization (dDNP) 10,000 times in liquid-state NMR. Proc. Natl. Acad. Sci. 100, 10158–10163 (2003)." href="/articles/s41598-022-15380-7#ref-CR3" id="ref-link-section-d50401522e516"> 3 est la technique la plus établie pour les biomolécules hyperpolarisantes (HP) pour l'imagerie in vivo, et elle partage l'applicabilité aux humains4,5 uniquement avec le xénon6 hyperpolarisé. D'autres techniques HP incluent la force brute7, la polarisation induite par le parahydrogène8, la polarisation nucléaire dynamique induite chimiquement9 et, pour les gaz nobles, le pompage optique par échange de spin10,11.

Le dDNP a permis de polariser des biomolécules à plus de 50% en environ 1h12,13. La polarisation nucléaire de la cible est obtenue en polarisant d'abord le spin électronique, en utilisant de basses températures (≈ 1,4 K) et des champs magnétiques élevés (≈ 6,7 T). Ensuite, la polarisation électronique est transférée en polarisation nucléaire en utilisant les interactions entre les spins électronique et nucléaire sous l'action d'ondes électromagnétiques, transmises à une fréquence correspondant à la différence de fréquence de Larmor des deux spins électroniques impliqués14. Les spins électroniques non appariés sont ajoutés sous forme de radicaux stables : TEMPO15, TEMPOL, ou radicaux trityle16,17 ou induits par un rayonnement UV18. De plus, il existe d'autres types de formulations d'échantillons, par exemple HYPOP19.

Lorsque le niveau souhaité de polarisation de spin nucléaire est atteint, l'échantillon congelé est rapidement fondu, dissous et éjecté du polariseur par de l'eau surchauffée sous pression, de sorte qu'un agent de contraste injectable en résulte.

Overall, dDNP is a complex process combining nuclear magnetic resonance (NMR) electron spin resonance (ESR), radical chemistry, high magnetic fields, fast dissolution, and cryogenictemperatures. Making this process available for biomedical research routinely is not straight forward. Over the last decades, several experimental implementations of dDNP were presented such as a cryogen-consumption-free DNP 9.4 T polarizer20, a 129-GHz dynamic nuclear polarizer in an ultra-wide bore superconducting magnet21, a Dynamic Nuclear Polarization Polarizer for sterile Use Intent22 and a multisample 7 T dynamic nuclear polarization polarizer for preclinical hyperpolarized MR23. Moreover, a number of dDNP polarizer were commercialized: HyperSense by Oxford Instruments 10,000 times in liquid-state NMR. Proc. Natl. Acad. Sci. 100, 10158–10163 (2003)." href="/articles/s41598-022-15380-7#ref-CR3" id="ref-link-section-d50401522e608">3, SpinLab de GE et SpinAligner de Polarize24.

Nous présentons ici nos premières expériences avec le dernier-né de la famille, un polariseur à dissolution sans cryogène pour des applications précliniques (SpinAligner, Polarize, Danemark)24. Nous rapportons l'installation de l'appareil et la routine pour l'hyperpolarisation 13C et 15N. En mettant en œuvre des procédures opérationnelles de routine, une polarisation élevée et reproductible a été obtenue.

Le polariseur utilisé dans ce travail (SpinAligner, Polarize, Danemark) est similaire à une configuration décrite en 201924, mais comporte un aimant différent (6,7 à 10,4 T) et un module de dissolution. Les principaux composants sont un aimant supraconducteur sans cryogène refroidi par un cryostat à hélium à cycle fermé, un insert à température variable (VTI), une source de micro-ondes, un spectromètre RMN, un module de dissolution et un logiciel de contrôle (Figs. 1, 2) . L'aimant supraconducteur était piloté par une alimentation 230 V/10 A pour atteindre max. 9,4 T (au lieu de 10,4 T comme décrit en 201924) et a été utilisé à ~ 6,7 T ici. Il est pertinent de souligner que le chemin du fluide pour la dissolution est optimisé pour les applications précliniques et in vitro.

Photo (a,b) et schéma (c) du polariseur utilisé dans ce travail. Le polariseur se compose d'un module de dissolution (a) monté sur l'aimant (section b, carré magenta) et d'un rack pour les pièces auxiliaires. Le module de dissolution (a) contient une entrée pour le milieu de dissolution (DM), un réchauffeur pour DM (5), un collecteur Swagelok (1–4), une vanne de commutation (6), la coupelle d'échantillon et une sortie. L'aimant (section b, carré magenta) est équipé d'un insert à température variable (VTI) qui est refroidi à 1,4 K en évacuant un bain d'hélium liquide au fond du VTI. La pression du gaz hélium à l'intérieur du VTI et dans l'entrée est indiquée respectivement par les moniteurs P1 (8) et P2. La sonde DNP à l'intérieur du VTI se compose d'un tunnel pour la coupelle d'échantillon, d'un guide d'ondes pour transmettre les micro-ondes et d'une bobine RMN au fond. L'échantillon est inséré dans le VTI via un sas (7) sur le dessus. Le rack sert à loger la pompe faisant circuler l'Hélium du VTI, un spectromètre RMN, l'alimentation de l'aimant, les régulateurs de température et l'interface utilisateur. La figure c montre une vue schématique du polariseur en nommant tous les composants principaux.

Dessins du système dDNP indiquant la dimension, le champ magnétique parasite (lignes pointillées) et la zone de l'opérateur (ligne rouge). (Les dessins sont reproduits à partir du manuel de l'utilisateur de SpinAligner avec autorisation).

Pour l'hyperpolarisation, environ 22 mg d'une formulation contenant le radical et l'agent de contraste concentré ont été versés dans une coupelle d'échantillon (PEEK, le volume de remplissage maximal est de 400 µL), abaissés dans l'aimant et polarisés. Une fois la polarisation souhaitée atteinte, l'échantillon a été dissous, expulsé et dilué en injectant un milieu de dissolution surchauffé dans la coupelle. La coupelle a été connectée au système de fluide du polariseur à l'aide d'un joint torique jetable, insérée dans le VTI via un sas (Fig. 1) et abaissée dans l'aimant à l'aide d'un mécanisme à commande centrale. Dans le VTI, des températures inférieures à 1,5 K ont été atteintes par pompage sur un bain d'hélium liquide. L'hélium a été pompé d'un cylindre de stockage de 50 L dans le circuit de refroidissement fermé pour réapprovisionner le bain d'hélium après condensation au niveau du cryo-refroidisseur des aimants. Il retourne dans le réservoir à travers un filtre à charbon (à l'intérieur du logement des aimants. Une vanne à pointeau a été utilisée pour contrôler l'alimentation en hélium du VTI, et les volumes ont été choisis pour ne jamais dépasser la pression atmosphérique, garantissant la sécurité. Les moniteurs P1 et P2 affichent la pression He à l'intérieur. respectivement le VTI et juste à l'extérieur du réservoir He. La température de l'échantillon a été estimée par une thermistance en céramique à l'extérieur de la cavité micro-ondes en cuivre et la pression à l'intérieur du VTI, mesurée sous le sas.

Un spectromètre RMN (Cameleon, Spinit, RS2D) a été connecté à une bobine Alderman-Grant à l'intérieur du VTI pour acquérir le signal RMN in situ. La fréquence et l'impédance de la sonde RMN ont été ajustées à l'aide de condensateurs variables d'un circuit LC dans une boîte en aluminium à l'extérieur de l'alésage. Le réglage ou l'échange du circuit permettait d'acquérir des signaux 1H, 13C, 15N, 63Cu ou 129Xe.

Une source de micro-ondes avec une puissance de sortie continue maximale de 100 mW a fourni une irradiation constante ou modulée en fréquence25 de l'échantillon dans le VTI tel que défini par le logiciel de contrôle.

Toutes les procédures ont été contrôlées par un logiciel central et des convertisseurs numériques-analogiques (Polarize ; LabVIEW, National Instruments). Notamment, les données de plus de 4 capteurs étaient constamment surveillées et stockées de manière compressée.

Le système dDNP a été installé à proximité d'une IRM 7 T (30 cm de diamètre, BioSpec 70/30, Bruker), de deux spectromètres RMN de paillasse 1 T (Spinsolve Carbon and Nitrogen, Magritek) et d'une RMN grand diamètre haute résolution 9,4 T spectromètre (diamètre 9 cm, WB400, Avance NEO, sonde BBFO 5 mm, Bruker). Une fois installé, une série d'étalonnages a été effectuée (tableau 2).

Toutes les informations sur l'échantillon standard sont extraites du manuel d'utilisation de SpinAligner.

Une description générale, étape par étape, de la préparation des concentrés d'agent de contraste (AC)-radicaux est fournie dans le tableau 1 ; la procédure spécifiquement pour le pyruvate est dans le tableau 4 et peut être adaptée pour d'autres substances.

En général, une plus grande quantité (par exemple 1,5 g) de concentré de radicaux CA a été préparée à chaque fois, divisée en aliquotes plus petites (par exemple 250 mg) et stockée à - 22 °C. Pour une expérience DNP, l'un de ces lots a été réchauffé et la quantité souhaitée a été récupérée (par exemple 22 mg).

Toutes les expériences ont été menées en utilisant le radical trityle (AH111501, poids moléculaire 1595 g/mol, POLARIZE) et l'un des agents de contraste décrits ci-dessous.

Environ 1,5 ml de concentré de radicaux d'acide pyruvique a été préparé et congelé en aliquotes de 250 µl à - 24 °C, contenant 30 mM de radical trityle et 14 M d'acide 1-13C-pyruvique (Tableau 2 1-13CPA, poids moléculaire 89,05 g/mol, Sigma -Aldrich, CAS : 99124-30-8). Pour chaque expérience de dDNP, une aliquote a été réchauffée et la quantité indiquée de concentré a été récupérée (généralement 22 mg).

51 mg de radical trityle et 250 mg d'urée 13C,15N2 (poids moléculaire 60,05 g/mol, Sigma-Aldrich, CAS : 58069-83-3) ont été dissous dans 500 mg d'eau déminéralisée et 500 mg de glycérol (G7893-500 mL, PM 92,09 g/mol, CAS : 56-81-5, Sigma-Aldrich). Le concentré résultant contenait 35,5 mM de radical trityle et 4,62 M d'urée et a été stocké à - 24 °C. Pour chaque expérience DNP, la quantité indiquée de concentré (généralement 54 mg) a été prélevée du stock et transférée dans la coupelle d'échantillon.

51 mg de radical trityle et 250 mg d'urée [1,3-15N] (poids moléculaire 60,05 g/mol, Sigma-Aldrich, CAS : 2067-80-3) ont été dissous dans 500 mg d'eau déminéralisée et 500 mg de glycérol (G7893-500 mL, PM 92,09 g/mol, CAS : 56-81-5, Sigma-Aldrich). Le concentré résultant contenait 35,5 mM de radical trityle et 4,62 M d'urée et a été stocké à - 24 °C. Pour chaque expérience DNP, la quantité indiquée de concentré (généralement 54 mg) a été prélevée du stock et versée dans la coupelle d'échantillon.

Le milieu de dissolution a été préparé en mélangeant 1,51 g de cristaux Trizma pré-réglés (pH 7,6, poids moléculaire moyen 149,0 g/mol Sigma-Aldrich, T7943) pour tamponner l'échantillon afin d'obtenir un pH final proche de 7, 27 mg d'acide éthylènediamintétracétique (EDTA, SERVA, CAS : 9002-07-7), 0,756 g de NaCl (Sigma-Aldrich) et 0,81 g de NaOH (Sigma-Aldrich, CAS : 1310-73-2) dans 250 mL d'eau déionisée et conservés à − 20 °C. En règle générale, 3,9 ml ont été utilisés pour une expérience. Pour les expériences sur l'urée, seul H2O avec 0,27 mM d'EDTA a été utilisé à la place.

Comme indiqué dans le manuel SpinAligner, après la montée en puissance de l'aimant, l'intensité du champ magnétique a été déterminée en détectant le signal RMN 63Cu à l'état solide de la bobine RMN (B0 = 2π ν63Cu/γ63Cu) où ν63Cu est la fréquence de la résonance 63Cu et γ63Cu/2π = 11,319 MHz/T est son rapport magnétogyrique. Avec B0, les fréquences de 13C, 15N, 129Xe et e- ont été calculées en conséquence (νx = B0 γx/2π) (voir autres valeurs de γx en SI). Un calibrage plus fin des fréquences a été effectué en utilisant le signal RMN des noyaux.

Dans ce qui suit, NA est le nombre de moyennes par spectre, NS est le nombre de balayages par spectre, NX est le nombre d'excitations dans la période TR, TR est le temps de répétition et TX est le temps entre deux excitations consécutives dans une série d'impulsions. . Lorsque nous avons mesuré les spectres RMN avec DNP (Spinit, RS2D), nous avons souvent utilisé NS = 1 ou 4, avec TX < TR ; les paramètres communs étaient TX = 217 µs et TR de 1 min à 1 h. Lorsque nous avons mesuré les spectres RMN avec des spectromètres RMN, NS était 1 donc TX = TR.

L'angle de bascule RF α a été calibré en utilisant un train d'excitations à faible angle de bascule sur un échantillon amélioré par DNP. 490 excitations ont été appliquées en 10 s (TR = 1 s, TX = 217 µs, NX = 49, NS = 1) résultant en un nombre moyen d'excitations par seconde N = NX/TR = 49 s−1. Chaque 49e désintégration par induction libre (FID) a été enregistrée et traitée. Ensuite, nous avons ajusté une fonction de décroissance mono-exponentielle aux données.

(Une description détaillée de cette approche est illustrée par Elliott et al.)26.

Nous utiliserons la même fonction pour ajuster la décroissance de la polarisation à l'état liquide afin d'obtenir \(T_{1}^{obs}\) apparent (expliqué plus en détail ci-dessous).

En supposant que la polarisation ne s'est pas relâchée de manière significative au cours de l'expérience, cela nous a permis d'obtenir l'angle de bascule appliqué (Eq. 2, détails en SI) :

où S(t) est le signal acquis à l'instant t, S0 est le signal initial, \({\uptau }\) est la constante ajustée, NX est le nombre total d'excitations par période TR, N est le nombre d'excitations par seconde .

En supposant la linéarité de l'amplificateur de puissance RF, cet étalonnage a été utilisé pour définir l'angle d'excitation pour d'autres durées \(p_{d}^{RF}\) ou atténuation de puissance \(p_{a}^{RF}\) (en dB) en utilisant les paramètres de l'angle calibré :

Le transfert de polarisation des électrons vers les noyaux a été optimisé en acquérant le signal RMN 13C ou 15N amélioré par DNP en fonction de la puissance micro-onde (en W) \(p_{w}^{{{\mathbf{\mu W}} }}\) (l'incrément commun de \(p_{w}^{{{\mathbf{\mu W}}}}\) était de 5 mW) et la fréquence νµW (l'incrément commun de νµW était de 10 MHz). Après 1 à 2 min d'irradiation par micro-ondes, le signal RMN 13C (ou 15N) à l'état solide du concentré de radicaux CA polarisés DNP utilisant une impulsion d'excitation constante de 2 ° à 5 ° a été mesuré pour différents réglages de la fréquence ou de la puissance µW. Mille impulsions avec le même angle de bascule ont été appliquées après chaque acquisition pour saturer la polarisation restante.

Un concentré de radicaux pyruvate a été polarisé pendant 40 min et déplacé vers différentes positions dans le VTI, où ~ 2 ° 13C-spectres ont été acquis.

Pour détecter le signal RMN 13C à l'état solide en équilibre thermique dans le polariseur, 247,9 mg de concentré de radicaux pyruvate (30 mM trityl-radical et 14 M 1-13C-PA) ont été préparés et insérés dans la sonde à ≈ 1,4 K. Toutes les heures , plusieurs spectres RMN 13C à faible angle de flip ont été acquis pour surveiller l'aimantation atteignant l'équilibre (\(\alpha\) ~ 0,32°, \(p_{d}^{RF}\) = 2 us, \(p_{a }^{RF}\) = 38 dB, NS = 256, TS = 217 us et TR = 1 h). Les données ont été exportées et traitées hors ligne (baseline, correction de phase, zéro-filling à 4096 et intégration, MestReNova). Une fonction de récupération mono-exponentielle (Eq. 4) a été ajustée aux données pour obtenir le signal d'équilibre apparent \(S_{inf}^{\alpha }\) et le temps de récupération à l'état solide apparent \(T_{1}^ {obs}\) :

Connaissant l'angle d'excitation \(\alpha\) et le nombre d'excitations par seconde \(N\), nous avons estimé le temps de relaxation réel et le signal d'équilibre (voir SI pour plus de détails) comme

\(S_{inf}\) est le signal d'équilibre lorsque l'équilibre complet du signal sans excitations RF est atteint et comme avant \(N = NX/TR\) (Eq. 2).

L'accumulation de la polarisation à l'état solide renforcée par DNP a été surveillée in situ en utilisant une excitation \(\alpha \cong 0,7^\circ\) avec NS = 4 pour 13C-DNP et environ 3,5° pour NS = 1 pour 15N -DNP. Les signaux S(t) ont été automatiquement intégrés et affichés sur le polariseur avec une fonction de récupération exponentielle adaptée aux données. Pour une analyse plus détaillée, les spectres ont été traités hors ligne (zéro-remplissage, correction de ligne de base, correction de phase, intégration ; MestReNova). Une fonction de récupération mono-exponentielle (Eq. 5) a été ajustée aux données pour obtenir la constante d'accumulation TDNP, en tenant compte de l'effet de l'angle de retournement (Eq. 6).

L'amélioration du signal DNP ε de l'échantillon solide dans le polariseur a été calculée à l'aide des intensités de signal des spectres thermiquement et hyperpolarisés, en tenant compte des paramètres d'acquisition (Eq. 8).

où S sont les intégrales sur les signaux RMN correspondants, \(NS_{{{\text{acq}}}}^{TP}\) et \(NS_{{{\text{acq}}}}^{HP}\ ) sont le nombre de balayages pour l'échantillon thermiquement et hyperpolarisé, et \(\alpha_{HP}\) et \(\alpha_{TP}\) sont les angles de retournement d'excitation utilisés pour acquérir les spectres hyperpolarisé et thermique, respectivement. \(RG_{TP}\) et \(RG_{HP}\) sont des valeurs de gains de récepteur linéaires (à noter que T1 donc la correction des valeurs S est indiquée en SI).

La polarisation absolue a été calculée en multipliant l'amélioration par la polarisation thermique (\(P^{{{\text{TP}}}}\), Eq. (9) : PTP(13C) (1 T, 295 K) = 0,8711 ppm, PTP(13C) (6,65 T, 1,4 K) = 1220 ppm, PTP(13C) (9,4 T, 295 K) = 8,187 ppm, (15N)PTP(15N) (9,4 T, 295 K) = 3,3 ppm.

où \(\hbar\) est la constante de Planck réduite, ε est le facteur d'amélioration, kB est la constante de Boltzmann, B0 est le champ magnétique et T est la température.

La RMN à l'état liquide a été acquise soit par une RMN de paillasse 1 T (Spinsolve Carbon, Magritek) soit par une RMN haute résolution 9,4 T (WB400, Avance NEO, sonde BBFO 5 mm, Bruker). Les intensités du signal 13C ou 15N ont été quantifiées à l'aide d'une ligne de base automatique et d'une correction de phase manuelle avant l'intégration numérique (la région d'intégration autour du signal était de ± 1 ppm à 9,4 T et de ± 2 ppm à 1 T, en utilisant TopSpin ou MestReNova).

Pour accélérer l'acquisition de la RMN 13C d'échantillons polarisés thermiquement à 1 T, un agent de contraste Gd à 4 % en volume a été ajouté ([Gd], 1 mmol/mL, Gadovist, Bayer). Nous avons utilisé 3600 moyennes, angle de retournement 20°, TR = 2 s et RG = 31 (notez que le même RG a été utilisé pour acquérir les spectres RMN à l'état liquide de la solution hyperpolarisée). Le T1 estimé était de 50 ms.

Pour obtenir un signal 13C thermiquement polarisé à 9, 4 T, nous avons utilisé un seul balayage avec un angle de retournement de 90 °, avec RG = 101, 20 min après dissolution (RG = 0, 25 pour les spectres RMN à l'état liquide de la solution hyperpolarisée).

Pour la RMN 15N, 3% en volume [Gd] ont été ajoutés et 128 acquisitions après un angle de retournement de 90 ° ont été collectées à 9, 4 T en utilisant TR = 17 s. Aucun signal thermique 15N n'a été observé à 1 T sur 100 000 moyennes et TR = 2 s.

Les spectres hyperpolarisés ont été acquis après transfert manuel vers l'appareil respectif de manière séquentielle en utilisant un temps de répétition fixe TR et un angle de bascule constant \(\alpha_{HP}\).

Pour quantifier la durée de vie de l'hyperpolarisation \(T_{1}^{HP}\), une fonction de décroissance mono-exponentielle a été ajustée aux données donnant \(T_{1}^{obs}\) (Eq. 1). \(T_{1}^{obs}\) a été corrigé en tenant compte de la polarisation consommée par les excitations RF répétitives à l'aide de l'Eq. (6) (Eq. 6, voir détails dans SI).

L'amélioration du signal \(\varepsilon\) et la polarisation absolue P ont été quantifiées par rapport au signal (moyenné) des échantillons polarisés thermiquement en utilisant (Eqs. 5 et 7).

Notez que toutes les expériences présentées ici ont été analysées sans aucune soustraction de fond.

Deux mâles FVB.TgN(Ela1KRAS.G12D)9EPS.CEABAC ont été élevés à l'animalerie centrale de l'hôpital universitaire Schleswig–Holstein, Kiel, Allemagne. Les animaux ont été mesurés à ~ 9 mois et avaient un poids de ~ 35 g. Cette étude a été menée conformément à la loi allemande sur la protection des animaux. Le comité de protection des animaux des autorités locales (ministère de l'Énergie, de l'Agriculture, de l'Environnement, de la Nature et de la Numérisation Schleswig-Holstein (MELUND)) a approuvé toutes les expériences (V242-18779/2021(2-1/21)).

Cette étude est rapportée conformément aux directives ARRIVE.

Un modèle murin de tumeur pancréatique spontanée a été anesthésié par injection intrapéritonéale de 75 mg/kg de kétamine et 0,5 mg/kg de médétomidine. L'anesthésie a été diluée au 1/5 avec du NaCl à 0,9 %, ce qui a donné 155 µl de solution par souris. Un cathéter de veine caudale a été utilisé pour l'injection de 200 µL de solution HP 1-13C-PA. Pendant les mesures in vivo, les animaux ont été chauffés via le lit et les paramètres vitaux des animaux ont été surveillés en continu. Après les mesures IRM (~ 1 h), les animaux ont été euthanasiés sans réveil par dislocation cervicale. Les images ont été acquises sur un système d'IRM 7 T, 30 cm (Biospec 70/30, Avance Neo, Bruker, Allemagne), équipé d'une bobine de transmission cylindrique à double réglage 1H-/13C (diamètre 72 mm et longueur 100 mm). et bobine de réception de surface 13C flexible (20 mm de diamètre, RAPID biomed, Allemagne)).

Une IRM RARE 1H 2D pondérée en T2 a été acquise pour référence anatomique (temps d'acquisition = 76,5 s, TR = 0,75 s, TE = 13 ms, taille de matrice 256 × 256 et champ de vision FOV = 33 mm × 33 mm, 9 coupes avec épaisseur de tranche = 4,26 mm, angle de retournement 90°/180°).

L'image de décalage chimique 2D (CSI) de décroissance par induction libre a été acquise toutes les 5 s huit fois de suite (temps d'acquisition = 5 s, TR = 44,62 ms, TE = 0,489 ms, taille de matrice 11 × 11, FOV = 33 mm × 33 mm, tranche unique, épaisseur de tranche = 4,26 mm, angle de retournement 5°)27,28,29.

Les images 13C-CSI ont été traitées à l'aide d'un script développé par le groupe de Franz Schilling (Matlab).

Le polariseur est mobile, monté sur roulettes, (Fig. 1) et a été placé à une distance de 3 m de l'IRM préclinique 7 T, 2 m de deux spectromètres RMN de paillasse 1 T et 5 m de la RMN 9,4 T. L'installation était équipée d'une prise de courant monophasée (10 A), d'air séché et pressurisé (compresseur d'air de type Atlas Copco 8F1) et de gaz Hélium en bouteille de 50 L (pureté 5,0, Air Liquide). Le compresseur d'hélium pour le refroidissement de l'aimant a été installé à une distance de 9 m à l'aide d'une ligne d'hélium de 20 m. Le compresseur He nécessite de l'eau de refroidissement et une alimentation électrique triphasée (F-70H, Sumitomo).

L'aimant a été évacué (pompe à vide HiCube 80 Classic, Pfeiffer Vacuum) avant la mise en marche du refroidisseur He à cycle fermé (pression recommandée < 1 × 10−4 mbar). Lorsqu'une température de 1,5 K a été atteinte (calculée à partir de la pression de la sortie VTI), le champ cible de 6,7 T a été défini dans l'interface utilisateur du polariseur et l'aimant a été accéléré en ~ 30 min à I = 72,811 A (en utilisant un calibrage d'usine). La période de stabilisation a duré environ 20 min.

Le signal 63Cu-RMN de la bobine RMN dans le VTI a été détecté à ν63Cu = 75,259 MHz en utilisant 4 moyennes et un angle de retournement de 32° (\(p_{a}^{RF}\) = − 2 dB, \(p_{ d}^{RF}\) = 2 µs, voir SI, section 4.1.) résultant en B0 = 6,6489 T, fréquence 13C ν13C = 71,197 MHz et fréquence de Larmor électronique νe− = 186,397 GHz. La pleine largeur à mi-hauteur (FWHM) du signal 63Cu était de 0,25 MHz (l'intégralité de la procédure d'étalonnage est décrite dans le manuel SpinAligner).

Pour un étalonnage plus fin de la fréquence de résonance du carbone, ~ 22 mg du concentré de radicaux pyruvate (30 mM trityl-radical et 14 M 1-13C-PA) ont été remplis dans la coupelle d'échantillon et abaissés à 10 mm au-dessus du fond de la sonde. Après avoir ajusté le circuit LC, le DNP a été lancé en utilisant une irradiation micro-onde à onde continue (\(p_{a}^{MW}\) = 16 mW et νµW = 187,135 GHz), et le signal RMN 13C à l'état solide a été détecté à ν13C = 71,492 MHz (4 moyennes, les mêmes paramètres RF), résultant en un B0 = 6,6765 T et νe− = 187,17 GHz. 13C-FWHM était de 0,16 MHz.

La zone sensible de la bobine RMN a été déterminée en acquérant le signal 13C à l'état solide, amélioré par DNP en fonction de la position de l'échantillon (Fig. 3a). Un large maximum a été trouvé autour de xs = 14 mm mesuré à partir de la position la plus basse (bas de la sonde). Pour assurer une température d'échantillon basse, nous avons choisi xS = 10 mm pour toutes les expériences suivantes (dans les 90 % du signal maximum).

Étalonnage de la position de l'échantillon et de l'angle de retournement. ( a ) Signal 13C-RMN à l'état solide amélioré par DNP du pyruvate en fonction de la position de l'échantillon dans la sonde. Pour assurer un signal suffisant, l'échantillon a d'abord été polarisé pendant 40 min. Ensuite, le signal 13C a été acquis à différentes positions xs chaque minute en utilisant un faible angle de bascule de 2°. En déplaçant l'échantillon d'abord vers le bas, puis vers le haut, un large maximum autour de xs = 14 mm a été trouvé. Des lignes droites ont été tracées pour guider l'œil. (b) Signal RMN 13C amélioré par DNP acquis par un train de \(p_{d}^{RF}\) = 2 us, \(p_{a}^{RF}\) = 18 dB d'impulsions avec TX = 217 µs, TR = 1 s, NS = 1, NX = 49. En ajustant une fonction mono-exponentielle aux données (ligne rouge, \(\tau =\) 13,3 s, Eq. 1), l'angle de bascule a été déterminé à α = 3,2° (Équation 2).

Pour calibrer l'angle de bascule 13C, un échantillon standard a été polarisé par DNP et un train de désintégrations d'induction libre (FID) à faible angle a été acquis après avoir éteint les micro-ondes (\(p_{d}^{RF}\) = 2 us , \(p_{a}^{RF}\) = 18 dB, TX = 217 µs, TR = 1 s, NS = 1, NX = 49 conduisant à N = 49 s−1 Fig. 3b). En ajustant l'éq. (1) au signal, la constante de décroissance du signal \(\tau =\) 13,3 s et α = 3,2° a été obtenue à l'aide de l'équation. (2). Pour la plupart des expériences suivantes, un angle de retournement d'environ 0,32 ° a été utilisé (\(p_{d}^{RF}\) = 2 us, \(p_{a}^{RF}\) = 38 dB).

Pour optimiser le DNP, le transfert de polarisation des électrons aux noyaux, le signal 13C-RMN à l'état solide amélioré par le DNP du concentré de radicaux pyruvate a été acquis en utilisant TR = 2 min en fonction de la fréquence µW (Fig. 4a, pas de 10 MHz , \(p_{a}^{RF} =\) 3 dB, NS = 4, avec α = 18°) et puissance fixe \(p_{w}^{{{\mathbf{\mu W}}}} \) = 30 mW. Deux extrêmes ont été trouvés. Le maximum à 187,135 GHz a été choisi pour les expériences dDNP suivantes. Après chaque acquisition, la polarisation était saturée par un train de 1000 impulsions avec un angle d'excitation de 18°.

Pour calibrer la puissance µW, nous avons répété l'expérience, en gardant la fréquence constante et en faisant varier la puissance (Fig. 4b, incréments de 5 mW). Il a été constaté que le signal 13C augmentait fortement entre ≈ 5 et 15 mW, formant un plateau lentement déclinant qui diminuait pour des puissances supérieures à ≈ 40 mW. Pour éviter de chauffer l'échantillon par irradiation µW, tout en maintenant une polarisation élevée, nous avons choisi une puissance de 16 mW pour les expériences dDNP suivantes.

Optimisation du transfert de polarisation 13C. Signal 13C-RMN à l'état solide amélioré par DNP du pyruvate à ≈ 1,4 K en fonction de la fréquence micro-onde (a, \(p_{w}^{MW}\) = 30 mW) et de la puissance micro-onde (b, νMF ≈ 187,135 GHz). Lorsque la fréquence a été variée (a), deux extrema ont été observés, et le premier maximum à ≈ 187,135 GHz a été choisi pour des expériences ultérieures. Pour le balayage de puissance, le signal s'est avéré augmenter jusqu'à 20 mW; 16 mW ont été utilisés dans les expériences ultérieures. Des lignes droites ont été ajoutées pour guider le regard. La polarisation 13C a été détruite après chaque acquisition de signal. Chaque point de données correspond aux signaux 13C acquis après 2 min de DNP. Les paramètres d'acquisition RMN étaient \(p_{w}^{RF} =\) 2 µs, \(p_{a}^{RF} =\) 3 dB, NS = 4 et α ≈ 18°.

Quantification de la polarisation à l'état solide. Signaux de RMN 13C à l'état solide d'acide pyruvique 14 M 1-13C mélangé avec un radical 30 mM (poids total de l'échantillon de 112,3 mg) surveillés avec des excitations à faible angle de retournement (\(\alpha\) ~ 0,32°, NS = NX = 256 , TR = 1 h (a) ou TR = 5 min (b)) en atteignant l'équilibre thermique à ≈ 1,4 K et 6,7 T (a) et pendant le DNP (b). Les carrés bleus indiquent les spectres ci-dessous (c, d). En ajustant une fonction de récupération mono-exponentielle (Eq. 5) à l'accumulation de polarisation sans µW (a) et avec µW (b) et en corrigeant les excitations RF (Eq. 6), une relaxation à l'état solide \(T_{ 1}^{ss} { } \approx { }\left( {5.45{ } \pm { }0.44} \right){\text{h }}\), signal à l'équilibre thermique \({\text{signal } }S_{inf}^{ssTP } { } = { }\left( {4.07 \cdot 10^{4} \pm 0.1 \cdot 10^{4} } \right)\), temps d'établissement DNP TDNP = (18.396 ± 0.49) min et signal d'équilibre \(S_{inf}^{ssDNP}\) = (\(2.0 \cdot 10^{7}\) ± \(0.2 \cdot 10^{6}\)) au ont été obtenus (notez que cette accumulation est plus rapide que pour l'échantillon standard). La polarisation du spectre acquise après 110 min DNP a été quantifiée à \(P^{obs,ssDNP}\) (110 min) = \(S_{ }^{ssDNP}\)(110 min) \(P^{{ {\text{TP}}}}\)/\(S_{inf}^{ssTP }\) ≈ 64 %. Sans excitations RF, le signal d'état stable attendu est estimé à \(P_{inf}^{ssDNP}\) = \(S_{inf}^{ssDNP}\) \(P^{{{\text{TP}} }}\)/\(S_{inf}^{ssTP }\) ≈ 61 % Les spectres (c) et (d) sont les derniers spectres mesurés de récupération thermique et DNP (marqués sur (a) et (b) en bleu rectangles). Les six premiers points de données en (a) ont été négligés pour l'ajustement en raison d'un SNR très faible.

Le concentré de radicaux d'acide pyruvique a été versé dans la coupelle et abaissé à xs = 10 mm au-dessus du fond du VTI à ≈ 1,4 K. Alors que l'échantillon s'approchait de l'équilibre thermique à B0 ≈ 6,7 T et T ≈ 1,4 K, thermique 13C le signal a été surveillé pendant 24 h (Fig. 1). Une augmentation asymptotique du signal a été observée et une fonction de récupération mono-exponentielle (Eq. 6) ajustée aux données a donné un temps de relaxation apparent à l'état solide \(T_{1}^{obs,ss}\) = (4,98 ± 0,40 ) h et signal thermique apparent en régime permanent \(S_{inf}^{obs,ssTP}\) = 3,9 × 104 (R2 = 0,969). En utilisant les paramètres d'acquisition RMN (\(\alpha\) ~ 0,32°, NS = NX = 256 et TR = 1 h) et les équations. (3) et (6), la durée de vie corrigée de l'excitation a été estimée à \(T_{1}^{ss}\) ≈ (5,45 ± 0,44) h (Eq. 6, N = 256/3600 s −1) et signal thermiquement polarisé \(S_{inf}^{ssTP }\) = 4,07 × 104 (R2 = 0,97) (Eq. 7). A la fin, la polarisation thermique était saturée avec un train de 1000 impulsions avec un angle de bascule de 5°.

Ensuite, DNP a été lancé en allumant la source de micro-ondes en mode d'onde continue en utilisant les paramètres optimisés décrits ci-dessus. L'accumulation du signal 13C amélioré par DNP SDNP (t) a été surveillée en acquérant un spectre RMN toutes les minutes (Fig. 1, les mêmes paramètres qu'auparavant mais avec TR = 1 min). Le dernier spectre, acquis tDNP = 110 min depuis le début de DNP, a donné une polarisation à l'état solide de Pobs,ssDNP = 64 %. Une fonction de récupération mono-exponentielle a été ajustée aux données, produisant une constante de temps apparente de Tobs,DNP = (18,39 ± 0,50) min. Les excitations RF n'ont presque pas affecté l'accumulation du signal DNP : TDNP = (18,396 ± 0,49) min, ce qui correspond à une polarisation de ≈ 61 %.

Un échantillon standard a été polarisé comme décrit ci-dessus avec un échantillon de 22 mg. Une fois la polarisation souhaitée atteinte, le milieu de dissolution (spécifique au traceur et à la taille de l'échantillon) a été rempli dans une chambre de chauffage (Fig. 1a-1). La solution a été chauffée jusqu'à ce qu'une pression de 11 bars soit atteinte, correspondant à une température T ≈ 115 ºC. Juste avant l'injection du milieu dans la coupelle d'échantillon, la coupelle a été soulevée de 8 cm pour réduire l'impact de la solution chaude sur le bain d'hélium dans le VTI. L'injection du milieu de dissolution dans la coupelle d'échantillon a été lancée via le logiciel du polariseur. Dans ca. 2 s, l'échantillon a été dissous et transféré dans le récipient récepteur à travers un ensemble de tubulure à double paroi (injection via le tube interne, éjection via le tube externe). Comme il s'agissait de liquides chauds et sous pression, des précautions ont été prises et des mesures de sécurité ont été appliquées.

Pour quantifier la polarisation à l'état liquide, l'échantillon a été divisé entre des tubes RMN de 5 mm et transféré manuellement vers des spectromètres RMN 1 T et 9, 4 T, où les signaux hyperpolarisés et (plus tard) polarisés thermiquement ont été acquis (Fig. 6). Dans cet exemple, la polarisation a été quantifiée à 26 % à 1 T, 26 s après dissolution, et 20 % à 9,4 T, 30 s après dissolution. Les durées de vie de la polarisation ont été mesurées à 67 s pour 1 T et 48 s pour 9,4 T. En utilisant le T1 le plus long qui correspond aussi au champ le plus faible, nous avons estimé la polarisation au moment de la dissolution à 38 % pour l'échantillon mesuré à 1 T, et ≈ 31 % pour l'échantillon 9,4 T. Notez que l'échantillon a été exposé à des champs magnétiques différents, variables et beaucoup plus faibles pendant le transfert, de sorte que l'utilisation du champ élevé T1 pour estimer la polarisation ne fournit qu'une estimation très approximative.

Spectres RMN 13C haute résolution de 1-13C-PA hyperpolarisé (noir) polarisé thermiquement (bleu) mesurés à 1 T (a) et 9,4 T (b). (a) Le signal hyperpolarisé a été mesuré en un seul balayage (NSDNP = 1) après env. 26 s après dissolution (\(\alpha\) = 5°, pw = 3,05 µs, pa = − 5,6 dB, SDNP = 32,38 au). Le signal thermiquement polarisé a été acquis en ajoutant 4 vol% d'agent de contraste Gd (\(\alpha\) = 20°, pw = 12,20 µs, pa = − 5,6 dB, SDNP = 4,18 × 10−4 au). L'amélioration du signal résultant du SDNP était de 1, 09 × 109 (équation 8) et la polarisation = 26% (équations 9, 10). (b) À 9,4 T, le signal a été acquis ≈ 30 s après la dissolution à l'aide d'une impulsion de 5° (SDNP = 7,59 × 105 au, pw = 10 µs, pa = − 18,9 dB, RG = 0,25) et quantifié par rapport au signal thermiquement polarisé acquis avec une seule impulsion à 90° (STP = 1,41 × 105 au, pw = 0,55 µs, pa = − 18,9 dB, RG = 101) à une amélioration de 2,5 × 104 (Eq. 8) et une polarisation de 20 % (Éqs. 9, 10). Notez qu'en raison des différences de RG, les deux spectres hyperpolarisés ont été normalisés à 1 et le spectre thermique mesuré à 1 T a été multiplié par 5000 pour s'adapter à l'échelle.

Lors de la réalisation de plus de 100 expériences DNP, la procédure suivante s'est avérée déterminante pour obtenir une polarisation reproductible pour le 1-13C-pyruvate. En plus des étalonnages initiaux lors de la configuration (tableau 2), nous avons développé une procédure plus élaborée qui contient des étalonnages de routine (tableau 3), une préparation spécifique de la chimie (tableau 4), une procédure de polarisation en 21 étapes (tableau 5) et un routine d'entretien hebdomadaire (tableau 6). Ces procédures ont été développées pour la polarisation du pyruvate, mais peuvent servir de point de départ pour d'autres agents (par exemple ci-dessous pour l'urée 15N), bien que certaines modifications soient nécessaires.

En utilisant ces procédures, nous avons évalué la reproductibilité et le rendement pour obtenir ≈ 4 ml de solution avec 60 mM d'acide pyruvique hyperpolarisé, une composition adaptée aux expérimentations animales30,31,32. Le processus dDNP a été répété cinq fois à des jours différents en utilisant des échantillons standard de (21, 64 ± 0, 15) mg et 3, 9 ml de milieu de dissolution et de détection à 1 T (tableau 7). En moyenne, nous avons obtenu une constante d'accumulation TDNP = (1032 ± 21,7) s et une polarisation à l'état solide de (42,1 ± 3,7) au. En fonction du temps de transfert ttrans (17–20 s), la polarisation à l'état liquide a été quantifiée par rapport à l'échantillon polarisé thermiquement à P ≈ 33 %–46 %, avec une moyenne de (38 ± 5,7) %. Pour estimer la polarisation juste après dissolution, nous avons utilisé le T1 des échantillons et obtenu une polarisation moyenne de (47,2 ± 7,8) %33. La valeur de pH de l'échantillon à l'intérieur du tube RMN a été mesurée à 8,51 ± 0,02.

En plus des expériences de reproductibilité, pour évaluer combien d'échantillons peuvent être polarisés dans un temps donné, nous avons effectué sept autres expériences 1-13C-PA DNP toutes les ≈ 90 min en utilisant la procédure décrite ci-dessus : environ 30 min ont été nécessaires pour préparer et nettoyer le système, et env. 60 minutes pour le dDNP. En moyenne, la polarisation à l'état liquide mesurée P(ttrans ≈26 s) = (33 ± 3,3) % a été atteinte, ce qui correspond à la valeur estimée juste après la dissolution P(ttrans = 0) = (53,9 ± 12,4) %.

Pour démontrer la faisabilité de l'imagerie métabolique in vivo, nous avons polarisé le 1-13C-PA avec la procédure décrite ci-dessus à P(ttrans = 0) ≈ 50 %.

Au cours de l'accumulation de la polarisation, une souris CEBAC a été anesthésiée, équipée d'un cathéter de veine caudale et placée sur le lit d'animal chauffé du système d'IRM 7 T. La bobine IRM a été ajustée et des images anatomiques ont été acquises avant la dissolution (Fig. 7). Aucune tumeur n'était apparente sur l'IRM conventionnelle.

Spectres RMN 13C haute résolution de 1-13C-PA hyperpolarisé (noir) thermiquement polarisé (bleu) (échantillon 5 dans le tableau) mesuré à 1 T. Le signal hyperpolarisé a été mesuré en un seul balayage (NSDNP = 1) après env. 17 s après dissolution (\(\alpha\) = 5°, pw = 3,05 µs, pa = − 5,6 dB). Le signal thermiquement polarisé a été acquis en ajoutant 4 vol% d'agent de contraste Gd (\(\alpha\) = 20°, pw = 12,20 µs, pa = − 5,6 dB, SDNP = 39,5 au). L'amélioration du signal résultant pour SDNP était de 310 × 106 (équation 8) et la polarisation = 43 % (équations 9, 10). Le spectre thermique mesuré a été multiplié par 50 000 pour tenir dans l'échelle.

Après la dissolution avec 5 ml de milieu, l'agent de contraste contenant env. 46 mM de 1-13C-PA ont été rapidement transférés à l'IRM et ≈ 100 ul ont été injectés dans le cathéter de la veine caudale de la souris dans les 40 s après la dissolution. Environ 10 s après la fin de l'injection, 13C-CSI a été réalisée sur une coupe axiale abdominale. Des signaux de pyruvate, de lactate et d'alanine ont été observés et des cartes de chaque métabolite ont été préparées (Fig. 8). En utilisant la même géométrie, l'IRM 1H T1w a été mesurée. Nous avons observé de forts signaux de lactate et de pyruvate dans le foie et les reins. Un SNR élevé a été observé dans les voxels individuels ainsi que dans les ROI plus importantes.

IRM-1H in vivo T1w, cartes de 1-13C-PA et 1-13C-lactate (LA) hyperpolarisés et spectres 13C sélectionnés d'un modèle de rat tumoral pancréatique acquis à 7 T. Après injection de 100 µl de produit de contraste hyperpolarisé contenant ~ 46 mM 1-13C-PA, huit ensembles de données CSI ont été acquis. Un signal important de lactate a été trouvé dans les régions du rein (ROI1), du foie (ROI2), de l'aorte et de la branche de la veine cave inférieure (ROI3). Un SNR fort a été observé dans le voxel sélectionné (rectangle bleu), présentant des résonances de lactate, de pyruvate et d'alanine (Ala) avec une largeur de ligne d'env. 84Hz. La boucle de réception uniquement était positionnée ventrale (rectangle jaune) et un petit récipient rempli d'eau était placé au milieu de la bobine (rectangle vert, fantôme - Pha). Notez que les tubes fournissant de l'eau chaude au lit de l'animal sont apparus sur le dessus à cause de l'aliasing. La somme de huit acquisitions consécutives est indiquée.

L'échange de la boîte LC nous a permis de régler la fréquence de résonance de la bobine RMN dans le polariseur à ≈ 28,83 MHz, la fréquence de résonance de 15N à 6,7 T. Cela nous a permis de calibrer l'angle de bascule 15N, la fréquence µW et la puissance à l'aide d'un 200 mg échantillon de 4,16 mM de 13C,15N2-urée et 35,7 mM de radical (α = 3,5° à pw = 3 us, pa = 10 dB, ν(µW) = 187,18 GHz, p(µW) = 35 mW). Le signal RMN 15N à l'état solide amélioré par DNP a été facilement observé et une constante d'accumulation TDNP = (2140 ± 391) s a été obtenue pour l'urée 13C,15N2 et (3358 ± 425) s pour l'urée 15N2.

La dissolution a été effectuée en utilisant 5 mL de H2O désionisée et 0,27 mM d'EDTA, conduisant à une concentration nominale d'urée de 45,4 mM après dissolution. Après transfert au spectromètre RMN 9,4 T, soixante spectres 5° 15N ont été acquis (TR = 3 s), et utilisés pour calculer T1 et quantifier la polarisation. La durée de vie de l'échantillon hyperpolarisé a été déterminée à T1(13C-15N urée) = (26,3 ± 1,0) s et T1(15N-urée) = (26,1 ± 0,7) s.

Pour l'urée 13C-15N2, une polarisation 15N de (4,5 ± 0,7) % a été observée ttrans = (30 ± 1) s après dissolution (n = 4) et pour l'urée 15N2, la polarisation a été déterminée à (5,6 ± 0,8) % après (30 ± 3) s (n = 4), les deux par rapport au signal 15N de chaque échantillon en équilibre thermique (TR = 17 s, 128 moyennes, RG 101, α = 90°). La polarisation 15N initiale au moment de la dissolution (ttrans = 0 s) a été estimée à P(15N) (t = 0 s) = (14,7 ± 1,7) % pour l'urée 13C-15N2 et P(15N) (t = 0 s) = (18,4 ± 1,1) % pour l'urée 15N234.

Dans cet article, nous décrivons notre expérience initiale, les routines opérationnelles et les performances d'un polariseur dDNP sans cryogène fonctionnant à 6,7 T.

Le polariseur nécessite une empreinte au sol de ≈ 2 à 3 m2, une alimentation électrique monophasée standard, de l'air comprimé et de l'hélium. L'aimant n'est pas activement blindé, la sécurité doit donc être prise en compte et une certaine distance par rapport aux autres appareils doit être maintenue. Le compresseur d'hélium nécessite une alimentation triphasée et de l'eau de refroidissement ; des conditions préalables qui sont probablement remplies par de nombreuses installations de RMN ou d'IRM. Le bruit de la pompe à hélium au niveau du polariseur et du cryo-détendeur peut être un inconvénient pour ceux qui travaillent à proximité pendant une période prolongée.

Les principaux aléas de l'installation sont les fluides chauds et froids sous pression : eau à 115 °C et 11 bar, azote liquide, max. Hélium 2 bars et air comprimé, acides et bases, champs magnétiques (6,7 T) et électricité (230 V). En outre, les conduites d'hélium sous pression, les bouteilles de gaz standard (par exemple 200 bar) ainsi que les risques chimiques doivent être pris en compte. La dissolution (chauffage, pressurisation et extraction) se déroule de manière bien contrôlée derrière des portes fermées et transparentes, de sorte qu'une protection contre les éclaboussures et les éclats est assurée (bien qu'aucun événement de ce type ne se soit produit). Après la dissolution, le milieu est suffisamment refroidi à ≈ 37 °C, si nécessaire un pot de glace peut être placé sous le flacon récepteur. Des températures froides sont présentes lors de la congélation de l'échantillon dans du N2 liquide, et les précautions incluent l'utilisation d'un équipement de sécurité approprié (gants, lunettes).

Comme l'aimant ne contient pas de cryogènes liquides, les précautions de sécurité peuvent être ajustées en conséquence. Un tuyau de trempe n'est pas nécessaire, car la quantité d'hélium gazeux utilisée pour refroidir le VTI n'est que de 50 litres standard bien qu'il y ait plus d'hélium dans le cryostat He à cycle fermé.

Le système offre un accès complet à plus de 4 lectures de capteurs, qui sont toutes stockées en continu pour une récupération ultérieure. Nous avons trouvé que c'était une caractéristique excellente et essentielle, permettant une documentation et une reconstruction précises des conditions expérimentales. L'interface logicielle (LabView) permet de contrôler de nombreux paramètres DNP essentiels, et de nouvelles fonctionnalités peuvent être ajoutées par l'utilisateur ou le fabricant. Il convient de noter, cependant, que la température de l'échantillon lui-même ne peut pas être mesurée directement et est estimée en mesurant la température du VTI.

La plupart des pièces sont facilement accessibles pour des réparations ou des modifications, par exemple pour ajuster la quantité de substance hyperpolarisée ou pour fournir de l'air filtré à l'enceinte. Comme la plupart des vannes sont actionnées par de l'air comprimé, aucun échauffement ni fusion des vannes n'a été observé.

La commutation entre différents noyaux en réglant ou en échangeant le circuit LC était très pratique pour surveiller l'hyperpolarisation de différents noyaux.

En utilisant les routines de polarisation décrites ci-dessus, une hyperpolarisation à l'état liquide robuste et fiable a été obtenue : P(13C ) avec (ttrans = 19 s ± 1 s) = (38 ± 6) %, et une polarisation estimée à la dissolution de P(13C ) à t0 ≈ (47 ± 7) % (tableau 7). Étant donné que la décroissance réelle de l'échantillon lors du transfert à travers des champs magnétiques fortement variables n'est pas connue avec précision, la polarisation au moment de la dissolution est une estimation. L'accumulation de la polarisation à l'état solide a donné une constante de temps d'environ 17 min, permettant des dissolutions répétitives avec un rapport cyclique inférieur à deux heures, qui peut être encore accéléré si le besoin s'en fait sentir. Les données rapportées ont été acquises après que le niveau d'hélium liquide dans le VTI a été augmenté en immergeant un disque dans le liquide. Cette modification a entraîné des temps d'accumulation moins variables : cv(TDNP) = 2,1 % et 22,8 % avec et sans rondelle, respectivement. Il est pertinent de souligner que la température à l'intérieur du VTI n'est pas nécessairement la température de l'échantillon à l'intérieur du flacon.

Fait intéressant, le signal 13C-RMN du pyruvate dans l'échantillon dissous après hyperpolarisation a montré une variation relativement importante, cv(SlsTH) = 13,1 %. Ce résultat peut indiquer une concentration variable en pyruvate, faisant allusion à une dissolution inhomogène.

Il existe peu de données publiées concernant la reproductibilité dans la littérature, mais le rendement absolu est comparable à ce qui a été rapporté auparavant (1-13C-PA avec radical trityle, soit 36 à 64 %35). Bien sûr, un transfert d'échantillon plus rapide et plus reproductible améliorera la signification de ces chiffres ; un système de livraison dédié sera présenté ailleurs.

Le réglage de la bobine RMN du DNP sur d'autres noyaux était facile car le circuit LC était placé dans une boîte blindée à l'extérieur du VTI. Pour des fréquences de résonance proches de 13C (comme le 129Xe), il suffisait d'ajuster les condensateurs variables. Pour les autres noyaux, un circuit LC différent a été utilisé. Nous l'avons démontré en utilisant de l'urée 15N, dont le rapport gyromagnétique est d'environ 1/10 de celui de 1H et 40% de 13C, et avons obtenu une polarisation de 5,6% au spectromètre.

Au cours de cette étude, moins de 5% de toutes les expériences ont échoué. La plupart d'entre eux se sont produits pendant la dissolution et avant la mise en place des procédures de nettoyage. Parmi les problèmes rencontrés figuraient :

Comme les tubes pour la dissolution ont une surface lisse pour assurer une étanchéité parfaite, le mécanisme d'abaissement a parfois glissé. Ce problème a été facilement résolu en aidant doucement l'insertion manuellement. Un problème plus grave est survenu après trois semaines d'utilisation continue, lorsque nous avons rencontré des problèmes pour abaisser l'échantillon dans l'aimant. Nous supposons que cela a été causé par la formation de glace à l'intérieur du tube utilisé pour insérer l'échantillon, probablement causée par de petites fuites ou l'insertion/éjection fréquente de la coupelle d'échantillon. Le problème a été résolu en réchauffant le VTI, nous avons donc mis en place une procédure de nettoyage hebdomadaire (réchauffement du VTI à environ 180 K en ≈ 10 h et évacuation des gaz (1 h) par pompe à vide, suivi d'un refroidissement à ≈ 1,4 K en ≈ 5h). Cette procédure peut être effectuée automatiquement, par exemple pendant le week-end.

Pour obtenir une polarisation à l'état solide homogène, il s'est avéré indispensable de congeler l'échantillon dans la coupelle (dans l'azote liquide) avant de l'insérer dans l'aimant. De cette façon, les éclaboussures de l'échantillon pendant la pressurisation ont été évitées, de sorte que l'échantillon est resté au fond de la coupelle. De plus, une inadéquation des fréquences d'émetteur (ESR et RMN) et des fréquences de Larmor (causées par la dérive du champ magnétique) peut entraîner une perte de polarisation, des ajustements réguliers sont donc nécessaires. De plus, il est pertinent de souligner l'importance de maintenir le flacon d'échantillon dans He liquide pendant l'accumulation, pour assurer le transfert de la polarisation électronique la plus élevée. En raison de la relation entre l'hyperpolarisation et T, toute température supérieure à 3 K implique des pertes considérables en polarisation.

Pour éviter toute dissolution erronée, il était indispensable de sécher le module de dissolution deux fois en rinçant tous les tubes à l'air comprimé pendant 7 à 10 min avant de commencer la procédure de polarisation en insérant l'échantillon. Comme les tubes et les connecteurs pour la dissolution ont été exposés à des températures et des pressions très variables, un entretien régulier est nécessaire. Dans plus de 100 dissolutions, nous avons observé jusqu'à présent une défaillance matérielle du chemin de dissolution (tube cassé, raison peu claire).

De toute évidence, des temps et des champs magnétiques variables pendant le transfert entraîneront des polarisations variables. Nous avons amélioré ce problème en remplissant les tubes RMN au-dessus de l'aimant, où le champ est d'environ 10 mT, et en utilisant un aimant résistif de 12 mT pour transférer l'échantillon vers la RMN 9,4 T. L'utilisation de spectromètres RMN à faible champ pour détecter le signal 13C amélioré est avantageuse car ils peuvent être placés à proximité du système DNP. Cependant, la quantification de la polarisation est plus difficile car la sensibilité est limitée, nécessitant l'utilisation d'un agent de relaxation au gadolinium et un moyennage massif pour acquérir un SNR suffisant du 13C thermique (aucun signal n'a été observé pour le 15N).

Dans cet article, nous partageons notre expérience, nos résultats et nos conseils pour faire fonctionner le polariseur SpinAlinger de plus de 100 expériences au cours d'une année.

Dans l'ensemble, le polariseur s'est avéré fiable, compact, facile à utiliser et offrant une polarisation élevée. D'autres avantages incluent l'absence de cryogènes liquides, un cycle de service court et une conception ouverte et modulaire qui permet par exemple de surveiller les signaux à l'état solide de différents noyaux. Nous avons estimé la polarisation à l'état liquide du 1-13C-PA après dissolution à (38 ± 5,7) % et de l'urée 15N2 à (5,6 ± 0,8) %, bien suffisante pour l'imagerie métabolique, comme cela a été démontré avec succès ici.

Les ensembles de données générés et/ou analysés au cours de l'étude actuelle sont disponibles dans le référentiel Zenodo, à l'adresse suivante https://doi.org/10.5281/zenodo.5957503.

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Nous reconnaissons le soutien de l'unité de recherche miTarget (FOR 5042), du groupe de formation à la recherche "matériaux pour le cerveau" (GRK 2154/1-2019), du programme Emmy Noether "métabolique et moléculaire MR" (HO 4604/2-2), DFG subvention INST 257/616-1 (FUGG), le SFB "bulk-reaction" (TRR 287), les pôles d'excellence "médecine de précision dans l'inflammation" (PMI 2167), et le ministère fédéral allemand de l'éducation et de la recherche (BMBF) dans le cadre du concept de recherche et de financement e:Med (01ZX1915C) et DFG PR-1868/3-1 (TryIBD). L'Université de Kiel et la Faculté de médecine sont reconnues pour leur soutien au Molecular Imaging North Competence Center (MOIN CC) en tant qu'installation centrale pour l'imagerie in vivo. MOIN CC a été fondé grâce à une subvention du Fonds européen de développement régional (FEDER) et de la Zukunftsprogramm Wirtschaft du Schleswig-Holstein (projet n° 122-09-053). De plus, nous exprimons notre infinie gratitude au Dr Andrea Capozzi pour son soutien. De plus, nous remercions M. Thomas Griebenow et le professeur Dr. Rainer Herges pour les mesures du spectromètre UV-Vis afin de définir la concentration réelle de l'échantillon dissous. De plus, nous tenons à exprimer notre plus profonde gratitude à Polarize pour son aide constante. Nous remercions Franz Schilling et Geoffrey Topping de nous avoir fourni le logiciel basé sur Matlab écrit sur mesure pour l'analyse et la visualisation de 13C-CSI. Franz Schilling peut être sollicité pour mettre le logiciel à disposition. Nous remercions Stephan Düwel d'avoir fourni le logiciel pour traiter les données CSI.

Financement Open Access activé et organisé par Projekt DEAL.

Section Imagerie biomédicale, MOIN CC, Département de radiologie et de neuroradiologie, Centre médical universitaire Schleswig-Holstein, Université de Kiel, Kiel, Allemagne

Arianna Ferrari, Josh Peters, Mariia Anikeeva, Andrey Pravdivtsev, Frowin Ellermann, Kolja Them, Olga Will, Eva Peschke & Jan-Bernd Hövener

Laboratory for Functional and Metabolic Imaging, Institute of Physics, EPFL (École polytechnique fédérale de Lausanne), Lausanne, Switzerland

Hikari Yoshihara

Département de radiologie et de neuroradiologie, Centre médical universitaire Schleswig-Holstein, Université de Kiel, Kiel, Allemagne

Olaf Jansen

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AF, JP, MA et AP ont réalisé les expériences. AP a aidé à la mise en place des expériences RMN et IRM. OW et EP ont participé à des expériences in vivo. AF, JP, MA, AP et JBH ont rédigé la première ébauche de l'article. JBH a conçu, acquis et supervisé le projet. Tous les auteurs ont aidé à réviser l'article de manière critique et ont approuvé la version finale.

Correspondance avec Arianna Ferrari ou Jan-Bernd Hövener.

Les auteurs ne déclarent aucun intérêt concurrent.

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Réimpressions et autorisations

Ferrari, A., Peters, J., Anikeeva, M. et al. Performance et reproductibilité de l'hyperpolarisation 13C et 15N à l'aide d'un polariseur DNP sans cryogène. Sci Rep 12, 11694 (2022). https://doi.org/10.1038/s41598-022-15380-7

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Reçu : 31 janvier 2022

Accepté : 23 juin 2022

Publié: 08 juillet 2022

DOI : https://doi.org/10.1038/s41598-022-15380-7

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